Aleo BME — фокус

Aleo BME разработала линейку программ 510K и предмаркетинговых разрешений, которые находятся на разных стадиях разработки.

Хирургический герметик для нейрохирургии

Ориентация на рынок хирургических клеев и герметиков на сумму 4 миллиарда долларов с среднегодовым темпом роста 9. 7%, Aleo BME разработала первый в своем классе разлагаемый сверхпрочный эластичный клей для влажных тканей, BP Glue . К уникальным характеристикам клея BP относятся:

• Природный механизм адгезии обеспечивает надежную длительную адгезию на границе раздела тканей
• Минимальный коэффициент набухания исключает хирургические осложнения
• Формула на водной основе обеспечивает превосходную биосовместимость и проста в использовании управляемость.
• Настраиваемая деградация устраняет проблему долгосрочной токсичности и способствует оптимальному заживлению тканей

Первый показатель клея Aleo BP — это хирургические герметики для операций на черепе и позвоночнике

На операции центральной нервной системы (ЦНС) приходится самая большая доля рынка хирургических клеев и герметиков.

Поскольку средняя стоимость устранения утечки спинномозговой жидкости (CSF) превышает 29 315 долларов США, а послеоперационные утечки происходят со скоростью от 3% до 15%, эффективные хирургические герметики пользуются большим спросом в нейрохирургии для герметизации поврежденной твердой мозговой оболочки и предотвращение утечки CSF.

Aleo’s BP Glue превосходит ведущие бренды в критических тестах производительности

Инъекционный агент для эндоскопических процедур

Минимально инвазивные эндоскопические процедуры, эндоскопическая резекция слизистой оболочки (EMR) и эндоскопическая подслизистая диссекция (ESD) лечат различные заболевания желудочно-кишечного тракта, включая пищевод, желудок, кишечник и прямую кишку. Раствор для инъекций для снятия слоев слизистой оболочки с подлежащих тканей незаменим для успешных процедур EMR и ESD. Рынок раствора для инъекций под слизистую оболочку значительно недоукомплектован. Приготовленный в клинике физиологический раствор, который обычно используется в качестве раствора для инъекций под слизистую оболочку в больницах США, часто требует нескольких инъекций из-за его быстрого растворения (часто в течение нескольких минут), что приводит к увеличению времени операции, риску перфорации и кровотечения, а также затруднениям в лечении блочная резекция.

Aleo BME изобретает инъекционный агент, способный проходить через любые эндоскопические катетеры

• Тиксотропный раствор для длительного (> 60 минут) подъема ткани
• Первоклассная внутренняя гемостатическая функция, облегчающая управление и контроль кровотечения во время и послеоперационных процедур.

Инъекционный агент Алео в эндоскопическом инжекторе

Иллюстрация эндоскопии с применением инъекций

Иллюстрация аксона нерва

Нервный провод Алео восстанавливает поврежденные никогда

Стандартный нервный канал для восстановления периферических нервов

Периферические нервы служат сетью для головного и спинного мозга (центральной нервной системы), чтобы общаться с остальной частью человеческого тела. Поврежденные периферические нервы вызывают разрывы в их сигнальных путях, вызывая дефекты моторной и сенсорной функции.

Ищем партнеров.Если вас интересует дополнительная информация, образцы продукции или возможности сотрудничества, вы можете отправить запрос с дополнительной информацией ниже или связаться с нами напрямую по адресу [email protected]

(PDF) Многократное использование фибринового герметика для лечения нервной системы после травм и болезней

Нейрорадиологическая и невропатологическая оценка. Acta Neurochir (Вена).

2011; 153 (1): 142–7. DOI: 10.1007 / s00701-010-0718-2.

17.Chen SJ, Chang CM, Tsai SK, Chang YL, Chou SJ, Huang SS и др. Функциональное

Улучшение очаговой церебральной ишемии путем субдуральной трансплантации

индуцированных плюрипотентных стволовых клеток с фибриновым клеем. Stem Cells Dev.

2010; 19 (11): 1757–67. DOI: 10.1089 / scd.2009.0452.

18. Серый EG. Фибрин как кровоостанавливающее средство в церебральной хирургии. Surg Gynecol Obstet.

1915; 21: 452–4.

19. Аль-Себейх К., Карагиозов К., Эльбельтаги А., Аль-Каттан Ф. Нетравматический

Ринорея спинномозговой жидкости: диагностика и лечение.Ann Saudi Med.

2004; 24 (6): 453–8.

20. Rock JP, Sierra DH, Castro-Moure F, Jiang F. Спинномозговая жидкость в основании черепа

Контроль утечки с помощью композитного тканевого адгезива на основе фибрина. Основание черепа

Хирургия. 1996. 6 (3): 137–40.

21. Грин А.Л., Арно А., Батиллер Дж., Эльджамель С., Голд Дж., Джонс П. и др. Многоцентровое проспективное рандомизированное контролируемое исследование

для оценки использования

фибринового герметика в качестве дополнения к наложению швов твердой мозговой оболочки.Br J Neurosurg.

2014: 1–7. DOI: 10.3109 / 02688697.2014.948808.

22. Hobbs CGL, Darr A, Carlin WV. Лечение интраоперационной утечки спинномозговой жидкости

после эндоскопической трансфеноидальной хирургии гипофиза.

J Laryngol Otol. 2011; 125 (3): 311–3. DOI: 10.1017 / S0022215110002483.

23. Йошимото Т., Савамура Ю., Хоукин К., Абэ Х. Эффективность фибринового клея для

, предотвращающего послеоперационную экстрадуральную утечку жидкости. Neurol Med Chir (Токио).

1997; 37 (12): 886–9. обсуждение 889–90.

24. Кассам А., Горовиц М., Каррау Р., Снайдерман С., Велч В., Хирш Б. и др. Использование

фибринового герметика Tisseel в нейрохирургических процедурах: частота утечек спинномозговой жидкости

и анализ затрат и результатов в ретроспективном исследовании.

Нейрохирургия. 2003. 52 (5): 1102–5. обсуждение 1105.

25. Хатчинсон Р.В., Менденхолл В., Абутин Р.М., Мюнч Т., Харт Дж. Оценка фибриновых герметиков

для герметизации центральной нервной системы у беспородной собаки. Модель дуротомии

.Нейрохирургия. 2011; 69 (4): 921–8. DOI: 10.1227 / NEU.

0b013e318222ad63. обсуждение 929.

26. Каппабьянка П., Эспозито Ф., Магро Ф., Кавалло Л.М., Солари Д., Стелла Л. и др.

Natura ненавидит вакуум — использование фибринового клея в качестве наполнителя и герметика в

нейрохирургических «мертвых зонах». Техническое примечание. Acta Neurochir (Вена).

2010; 152 (5): 897–904. DOI: 10.1007 / s00701-009-0580-2.

27. Abe J, Ichinose T, Terakawa Y, Tsuyuguchi N, Tsuruno T., Ohata K. Эффективность арахноидальной пластики

с коллагеновыми пластинами и фибриновым клеем: эксперимент

in vitro и обзор случая. Surg Neurol Int. 2015; 6: 90.

DOI: 10.4103 / 2152-7806.157792.

28. Чо Дж. М., Ан Дж. Й., Чанг Дж. Х., Ким Ш. Профилактика спинномозговой жидкости

ринорея после транссфеноидальной операции коллагеновым флисом, покрытым фибриновым герметиком

, без аутотрансплантата или послеоперационного люмбального дренажа

. Нейрохирургия. 2011; 68 (1 доп. Постановление): 130–6; обсуждение 136–7.

DOI: 10.1227 / NEU.0b013e318207b4ea.

29. Редди М., Шёггл А., Редди Б., Хольцер А., Сарингер В., Штайгер С. и др.

Водонепроницаемость и эффективность коллагенового флиса на основе фибриногена

(TachoComb®) в нейрохирургии. Eur Surg. 2003. 35 (5): 278–81.

DOI: 10.1007 / s10353-003-0027-6.

30. Ивакава М., Мизои К., Тесслер А., Ито Ю. Интраспинальные имплантаты фибринового клея

, содержащие нейротрофический фактор, полученный из линии глиальных клеток, способствуют регенерации спинного корешка

в спинной мозг. Neurorehabil Neural Repair. 2001. 15 (3): 173–82.

31. Cheng H, Huang SS, Lin SM, Lin MJ, Chu YC, Chih CL, et al.

нейропротекторный эффект нейротрофического фактора линии глиальных клеток в фибриновом клее

против хронической фокальной церебральной ишемии у крыс в сознании. Brain Res.

2005; 1033 (1): 28–33. DOI: 10.1016 / j.brainres.2004.10.067.

32. Петтер-Пухнер AH, Froetscher W, Krametter-Froetscher R, Lorinson D, Redl

H, van Griensven M. Долгосрочная нейросовместимость фибрина человека

и конский коллаген как биоматрицы в экспериментальном спинном мозге

травмы.Exp Toxicol Pathol. 2007. 58 (4): 237–45. DOI: 10.1016 / j.etp.2006.07.004.

33. Гость Дж.Д., Гессен Д., Шнелл Л., Шваб М.Э., Бунге МБ, Бунге Р.П. Влияние антитела

IN-1 и кислого FGF-фибринового клея на реакцию поврежденных аксонов кортикоспинального тракта

на трансплантаты шванновских клеток человека. J Neurosci Res.

1997; 50 (5): 888–905. DOI: 10.1002 / (SICI) 1097-4547 (19971201) 50: 5 <888 :: AID-

JNR24> 3.0.CO; 2-W.

34. Wu JC, Huang WC, Chen YC, Tu TH, Tsai YA, Huang SF и др.Acidic

фактор роста фибробластов для восстановления повреждений спинного мозга человека: клиническое испытание.

J Нейрохирургия позвоночника. 2011; 15 (3): 216–27. DOI: 10.3171 / 2011.4.SPINE10404.

35. Kuo HS, Tsai MJ, Huang MC, Chiu CW, Tsai CY, Lee MJ, et al. Кислотный фибробласт

и трансплантаты периферических нервов регулируют экспрессию цитокинов Th3, активацию макрофагов

, синтез полиаминов и экспрессию нейротрофина

в перерезанном спинном мозге крысы. J Neurosci.2011. 31 (11): 4137–47.

DOI: 10.1523 / JNEUROSCI.2592-10.2011.

36. Олсон Л. Комбинированные методы лечения, необходимые при травмах спинного мозга. Exp Neurol.

2013; 248: 309–15. DOI: 10.1016 / j.expneurol.2013.06.024.

37. Фрайдакис MJ. Забытое наследие Лугаро: гипотеза отрицательного нейротропизма

. J Hist Neurosci. 2010. 19 (3): 239–52. doi: 10.1080 /

09647040

8621.

38. Цай Э.С., Красюков А.В., Татор Ч. Кортикоспинальных регенерации в

поясничных серого вещества коррелирует с восстановлением опорно-двигательного аппарата после полного

спинного мозга рассечения и ремонта с peripher др нервных трансплантатов,

фактора роста фибробластов 1, фибриновый клей, и спондилодез.J Neuropathol

Exp Neurol. 2005. 64 (3): 230–44.

39. Лорд-Фонтейн С., Ян Ф., Дип К., Дергам П., Мюнцер С., Тремблей П. и др.

Локальное подавление передачи сигналов Rho проницаемым для клеток рекомбинантным белком

ВА-210 предотвращает вторичное повреждение и способствует функциональному восстановлению

после острого повреждения спинного мозга. J Neurotrauma. 2008. 25 (11): 1309–22.

DOI: 10.1089 / neu.2008.0613.

40. Новикова Л.Н., Новиков Л.Н., Келлерт Ю.О. Биополимеры и биоразлагаемые имплантаты smart

для регенерации тканей после травм спинного мозга. Curr Opin Neurol.

2003; 16 (6): 711–5. DOI: 10.1097 / 01.wco.0000102620.38669.3e.

41. Катаока К., Сузуки Ю., Китада М., Хашимото Т., Чжоу Х., Бай Х и др. Альгинат

усиливает удлинение аксонов ранней регенерации в спинном мозге молодых крыс

. Tissue Eng. 2004. 10 (3–4): 493–504. DOI: 10,1089 / 107632704323061852.

42. Уорли С., Доан В.Д., Эванс-Мартин Ф., Парамор К.Г., Педуцци Д.Д. Реконструкция спинного мозга

с использованием имплантатов NeuroGel и функциональное восстановление после

хронической травмы.J Neurosci Res. 2001; 66 (6): 1187–97. DOI: 10.1002 / jnr.1255.

43. Баласубраманиам К., Рао С.М., Субраманиам К. Лечение утечки спинномозговой жидкости

после операции на позвоночнике. Childs Nerv Syst. 2014; 30 (9): 1543–7.

DOI: 10.1007 / s00381-014-2496-2.

44. Патель М.Р., Луи В., Рахлин Дж. Послеоперационные утечки спинномозговой жидкости из пояснично-крестцового отдела позвоночника

: лечение с помощью чрескожного фибринового клея. AJNR Am J

Нейрорадиол. 1996. 17 (3): 495–500.

45.Накамура Х., Мацуяма Й., Йошихара Х., Сакаи Й., Катаяма Й., Накашима С.,

и др. Влияние тканевого адгезива из аутологичного фибрина на послеоперационную утечку спинномозговой жидкости

в хирургии спинного мозга: рандомизированное контролируемое исследование.

Позвоночник (Phila Pa 1976). 2005; 30 (13): E347–51.

46. Ким К.Д., Райт Н.М. Полиэтиленгликоль-гидрогелевый герметик для позвоночника (DuraSeal

Spinal Sealant) в качестве дополнения к ушиванию твердой мозговой оболочки позвоночника: результаты проспективного многоцентрового рандомизированного контролируемого исследования

.Позвоночник (Phila Pa

1976). 2011; 36 (23): 1906–12. DOI: 10.1097 / BRS.0b013e3181fdb4db.

47. Тан Л.А., Такаги И., Страус Д., О’Тул Дж. Э.. Ведение предполагаемой дуротомии

в малоинвазивной интрадуральной хирургии позвоночника: клиническая статья. J Neurosurg

Позвоночник. 2014. 21 (2): 279–85. DOI: 10.3171 / 2014.3.SPINE13719.

48. Йом Дж. С., Буховски Дж. М., Шен Х. X., Лю Дж., Бунмапрасерт Т., Рью К.Д. Влияние фибринового герметика

на объем дренажа и продолжительность госпитализации после многоуровневого переднего цервикального спондилодеза

: ретроспективный анализ парных пар.

Позвоночник (Phila Pa 1976). 2008; 33 (16): E543–7. DOI: 10.1097 / BRS.

0b013e31817c6c9b.

49. Вон Й.И., Ким СН, Чунг С.К., Джанг Т.А., Пак С.Б. Использование фибринового герметика после операции

по поводу интрадуральной опухоли позвоночника: нужно ли это? Корейский J Spine.

2016; 13 (1): 24–9. DOI: 10.14245 / kjs.2016.13.1.24.

50. Dafford EE, Anderson PA. Сравнение технологий ремонта твердой мозговой оболочки. Spine J.

2015; 15 (5): 1099–105. DOI: 10.1016 / j.spinee.2013.06.044.

51.Райт Н.М., Пак Дж., Тью Дж. М., Ким К.Д., Шаффри М.Э., Ченг Дж. И др. Система герметиков Spinal

обеспечивает лучшее интраоперационное водонепроницаемое закрытие, чем стандартное лечение

во время операции на позвоночнике: проспективное многоцентровое рандомизированное контролируемое исследование

. Позвоночник (Phila Pa 1976). 2015; 40 (8): 505–13.

DOI: 10.1097 / BRS.0000000000000810.

52. Нишихира С., Маккаффри Т.В. Использование фибринового клея для восстановления

экспериментальной ринореи спинномозговой жидкости. Ларингоскоп.1988. 98 (6 Pt 1): 625–7.

DOI: 10.1288 / 00005537-198806000-00009.

53. Полсен Р.Д., Call GA, Murtagh FR. Распространенность и чрескожное дренирование

кист влагалища корешка крестцового нерва (кисты Тарлова). AJNR Am J Neuroradiol.

1994; 15 (2): 293–7. обсуждение 298–9.

54. Патель М.Р., Луи В., Рахлин Дж. Чрескожная терапия фибриновым клеем менингеальной оболочки

кисты крестцового отдела позвоночника. AJR Am J Roentgenol. 1997. 168 (2): 367–70.

DOI: 10.2214 / ajr.168.2.09.

55. Jankowitz BT, Atteberry DS, Gerszten PC, Karausky P, Cheng BC, Faught R, et al.

al. Влияние фибринового клея на предотвращение стойкой спинномозговой жидкости

утечка после случайной дуротомии во время операции на поясничном отделе позвоночника.

Eur Spine J. 2009; 18 (8): 1169–74. DOI: 10.1007 / s00586-009-0928-6.

Biscola et al. Журнал «Ядовитые животные и токсины, включая тропические болезни» (2017) 23:13 Стр. 9 из 11

Оборот актина необходим для предотвращения ретракции аксонов, вызванной сократимостью эндогенного актомиозина | Журнал клеточной биологии

Подвижность и направление конуса роста зависят от динамической реорганизации нитчатого актина (F-актина).В конусе роста F-актин подвергается обороту, который представляет собой обмен субъединицей актина из существующих филаментов. Однако функция оборота F-актина не ясна. Мы использовали джасплакинолид (яшма), проницаемый для клеток макроциклический пептид, который ингибирует оборот F-актина, для изучения роли обмена F-актина в удлинении аксонов. Лечение яшмой вызывает ретракцию аксона, демонстрируя, что для расширения аксона требуется оборот F-актина. Втягивание аксонов в ответ на ингибирование оборота F-актина зависело от активности миозина и регулировалось RhoA и киназой легкой цепи миозина.Примечательно, что сократительная способность эндогенного миозина была достаточной, чтобы вызвать ретракцию аксона, потому что яшма не изменяла активность миозина. Основываясь на этих наблюдениях, мы спросили, подавляют ли наведения сигналы, вызывающие ретракцию аксона (эфрин-А2), оборот F-актина. Ретракция аксона в ответ на эфрин-A2 коррелирует со снижением оборота F-актина и необходимостью активности RhoA. Эти наблюдения демонстрируют, что удлинение аксонов зависит от взаимодействия между эндогенной миозин-управляемой сократимостью и оборотом F-актина, и что управляющие сигналы, которые вызывают ретракцию аксона, ингибируют оборот F-актина.

Расширение и направление аксонов зависит от активности конуса роста. Конусы роста очень подвижны, активно расширяют и втягивают филоподии и ламеллиподии. Для выпячивания ламеллиподий и филоподий необходима полимеризация нитевидного актина (F-actin) ^* на переднем крае конуса роста (см. Обзор Suter and Forscher, 2000). После полимеризации F-актин ретроградно транспортируется к центру конуса роста по механизму на основе миозина и впоследствии деполимеризуется (Lin et al., 1996). В конусе роста F-актин динамичен и подвергается обмену (Okabe and Hirokawa, 1990; Mallavarapu and Mitchison, 1999). Оборот F-актина является результатом полимеризации на зазубренных концах филаментов в сочетании с деполимеризацией на заостренных концах, что приводит к «беговой дорожке» филаментов (Pollard et al., 2000). Оценки скорости оборота F-актина в ламеллиподиях конусов роста показывают, что F-actin полностью рециркулируется за счет оборота в течение 3-5 минут, тогда как пучки филоподиального актина более стабильны (Mallavarapu and Mitchison, 1999).Однако, хотя роль полимеризации F-актина в обеспечении выпячивания переднего края хорошо установлена, значение оборота F-актина после полимеризации не известно.

Ростовые конусы «тянут» за счет создания сократительных сил (Lamoureux et al., 1989), и напряжение аксонов является важным компонентом удлинения аксонов (Heidemann and Buxbaum, 1994). Генерация сократительных сил клеток часто зависит от сократительной способности актомиозина.Было показано, что антисмысловое подавление миозина IIA и IIB ингибирует расширение нейритов в клетках нейро-2A (Wylie and Chantler, 2001), а миозины участвуют в выпячивании филоподий и ламеллиподий (Jay, 2000; Bridgman et al. ., 2001). Важно, что ретроградный транспорт F-actin в конусах роста управляется миозиновыми моторами (Lin et al., 1996). Эти отчеты показывают, что миозины необходимы для удлинения аксонов.

Хотя было показано, что миозины необходимы для удлинения аксонов, сократительная способность миозина также связана с процессом ретракции аксонов.Активность миозина управляет ретракцией аксонов в ответ на возмущение моторных белков микротрубочек (Ahmad et al., 2000). Сходным образом активность GTPase RhoA и ее нижестоящей киназы ROCK, которые управляют основанной на актомиозине сократительной способностью, вызывают ретракцию нейритов (Kozma et al., 1997; Katoh et al., 1998). Более того, сигналы наведения аксонов, которые вызывают ретракцию, действуют посредством RhoA-зависимого механизма (Katoh et al., 1996; Kranenburg et al., 1999; Wahl et al., 2000). Отрицательная регуляция активности RhoA или ROCK предотвращает ретракцию установленных аксонов in vivo (Billuart et al., 2001). В совокупности эти исследования демонстрируют, что активность миозина необходима как для удлинения, так и для ретракции аксонов. Таким образом, то, как регулируется сократимость на основе миозина, чтобы способствовать удлинению аксонов по сравнению с их сокращением, является важным вопросом в биологии удлинения и наведения аксонов.

В этой статье мы демонстрируем, что фармакологическое ингибирование оборота F-актина вызывает миозин-зависимую ретракцию аксонов и ингибирование удлинения аксонов.Кроме того, мы предоставляем доказательства того, что репеллентный сигнал наведения (эфрин-A2) снижает оборот F-актина в аксонах сетчатки и вызывает RhoA-зависимую ретракцию аксонов. Эти данные впервые показывают, что расширение и ретракция аксонов зависят от взаимодействия между оборотом F-актина и сократимостью на основе миозина.

Чтобы определить реакцию конусов роста на ингибирование обмена F-актина, мы исследовали эффекты яшмы на культурах нейронов сетчатки и ганглия задних корешков (DRG). jasp представляет собой проницаемый для клеток макроциклический пептид, который связывается с F-актином и ингибирует деполимеризацию на заостренных концах филаментов, тем самым ингибируя оборот филаментов. jasp был использован для исследования оборота актина в ряде типов клеток (Lee et al., 1998; Cramer, 1999; Ayscough, 2000; Lautermilch and Spitzer, 2000; Watanabe and Mitchison, 2002).

Видеомикроскопические наблюдения аксонов сетчатки и DRG продемонстрировали, что после лечения яшмой подвижность конусов роста, определяемая как ламеллиподиальное и филоподиальное разгибание, прекращалась и центростремительное сокращение периферического домена началось в течение 3-5 минут после лечения (рис.1 А). После сокращения конуса роста аксоны начали втягиваться через 4–6 мин после обработки яшмой (рис. 1B). Процент втягивания аксонов был максимальным при яшме 40 нМ (рис. 1С). Во время ретракции, в ответ на яшму 40 нМ, 73% аксонов деформировались и искривлялись (Fig. 1 B). Реакция конусов роста и аксонов на яшму была одинаковой в эмбриональных куриных DRG клетках и ганглиозных клетках сетчатки (RGC), а также в эмбриональных мышиных гранулярных клетках мозжечка (неопубликованные данные). Кроме того, аксоны втягиваются в ответ на яшму при культивировании на стекле, покрытом либо ламинином, либо полилизином (неопубликованные данные), что указывает на то, что эффекты яшмы не опосредуются нарушением передачи сигналов на основе интегрина.Обработка культур фаллоидином, пептидом, который стабилизирует F-актин по механизму, аналогичному механизму яшмы, также вызывает ретракцию аксонов (неопубликованные данные).

Мы проверили влияние лечения яшмы на долговременный рост аксонов. Экспланты DRG культивировали в течение 24 часов в присутствии 1-40 нМ яшмы, и длину аксонов сравнивали с контрольными, обработанными носителем. jasp ингибирует удлинение аксона DRG (Fig. 1 D).Помимо дозозависимого ингибирования длины аксонов с помощью яшмы, ингибирующий эффект на количество аксонов, вытянутых из эксплантов, также стал очевидным при 10 нМ (неопубликованные данные). Культуры, обработанные яшмой ≥10 нМ, имели лишь редкий рост аксонов. Различие в концентрационной зависимости ингибирующих эффектов яшмы на количество аксонов по сравнению с ингибированием длины аксона может быть связано с наблюдением, что аксоны втягиваются в ответ на резкое добавление яшмы в концентрациях ≥10 нМ.Аналогичные результаты были получены при использовании эксплантатов сетчатки (неопубликованные данные).

Чтобы определить место действия яшмы, ответственной за ретракцию аксона, мы исследовали эффекты локального приложения яшмы к конусам роста или аксонам. Локальная доставка яшмы к конусам роста заставляла их сокращаться и втягиваться (Fig. 1 E). В этих случаях изгибы сначала становились заметными вдоль самой дистальной части на 20–40 мкм позади конуса роста, когда он начинал втягиваться (рис.1 E, стрелка). Напротив, локальное приложение яшмы к аксонам не вызывает образования изгибов. Однако после продолжительной доставки яшмы к аксонам диффузия яшмы к дистальным конусам роста была достаточной для того, чтобы вызвать ретракцию и изгиб аксона, которые происходили дистально-проксимально, хотя концентрация яшмы была наибольшей вдоль проксимальной части конуса роста. аксон (рис. 1 F). Эти наблюдения показывают, что яшма действует на конус роста, вызывая ретракцию аксона. Доставка среды с носителем пипеткой не влияла на ростовые конусы и аксоны.

Мы определили роль F-актина в обеспечении ретракции аксонов, вызванной яшмой. Культуры сначала обрабатывали латрункулином-A (лат-A), лекарством, которое приводит к чистой деполимеризации F-актина путем связывания цитозольного G-актина, что делает его неспособным к полимеризации. 5 мкМ lat-A вызывало потерю> 90% F-актина конуса роста в течение 5 минут после обработки (неопубликованные данные), что приводило к коллапсу конуса роста, но не втягиванию аксона.Предварительная обработка культур лат-A полностью ингибировала индуцированную яшмой ретракцию аксона, демонстрируя, что эффекты лечения яшмы требуют F-актина (рис. 2 A).

jasp связывает F-актин в том же сайте, что и фаллоидин (Bubb et al., 1994). Следовательно, интернализацию яшмы можно контролировать, сначала обрабатывая шишки живого роста яшмой, а затем определяя уменьшение окрашивания фаллоидином, меченным флуорохромом.Относительный процент F-актина, связанного с яшмой, можно определить путем измерения интенсивности флуоресценции окрашивания фаллоидином в обработанных яшмой ростовых конусах по сравнению с интенсивностью в контрольных ростовых конусах. Было выбрано 10-минутное лечение яшмой, потому что в этот момент аксоны подвергаются ретракции. jasp связывается с 52, 85, 95 и 95% F-актина конуса роста при 5, 10, 20 и 40 нМ соответственно (рис. 2, B и C). Поскольку сокращение конуса роста в ответ на яшму начинается уже через 2 минуты после обработки, мы определили связывание яшмы с F-актином через 2 минуты лечения.В течение 2 минут лечения 40 нМ яшма интернализовалась и связала F-актин в такой же степени (95%), что и 10-минутная обработка (неопубликованные данные). Следовательно, яшма быстро интернализируется и связывается с F-актином до изменения подвижности конуса роста и ретракции аксона.

Чтобы связать эффекты длительного лечения яшмой на удлинение аксонов (Рис. 1 D) со связыванием яшмы с F-актином, мы определили снижение окрашивания фаллоидином конусов роста, обработанных 1-2.Яшма 5 нМ в течение 24 часов. Длина аксона была уменьшена на 20 и 44%, что соответствует связыванию яшмы с 57 и 70% доступных сайтов связывания фаллоидина на F-актине, при 1 и 2,5 нМ, соответственно. Эти данные указывают на то, что яшма может ингибировать долгосрочное удлинение аксонов путем связывания с 57–70% доступных сайтов связывания на F-актине в конусах роста.

Деполимеризация F-актина с помощью lat-A зависит от скорости оборота филаментов.Мы проверили способность лат-А вызывать деполимеризацию F-актина в конусах роста, обработанных яшмой, по сравнению с контрольными конусами роста. Окрашивание F-актина фаллоидином невозможно в конусах роста, обработанных яшмой (см. Предыдущий раздел). Поэтому мы использовали антиактиновые антитела для обнаружения F-актина. Поскольку эти эксперименты были направлены на обнаружение только F-actin, а не мономерного актина, мы приняли объединенный протокол фиксации-экстракции, ранее использовавшийся для иммуноцитохимической визуализации микротрубочек в конусах роста без вмешательства растворимого тубулина (Gallo and Letourneau, 1999).Этот протокол приводит к окрашиванию антителом к ​​актину, которое демонстрирует тот же образец окрашивания, что и фаллоидин (рис. 3, A и B), и, таким образом, представляет собой F-актин.

яшма подавляет оборот F-актина в конусе роста. Конусы роста обрабатывали 40 нМ яшмы или носителя (ДМСО) в течение 3 минут перед обработкой 2 мкМ lat-A в течение 2 минут. В контрольных конусах роста 2-минутная обработка лат-A деполимеризовала 85% F-актина. Однако лат-А деполимеризовал только 40% F-актина в ростовых конусах, предварительно обработанных в течение 3 минут 40 нМ яшмы (рис.2, F – I).

яшма ингибирует оборот F-актина, предотвращая рециклинг субъединиц актина за счет ингибирования деполимеризации на заостренных концах филаментов. Мы исследовали, увеличивает ли яшма количество F-актина, присутствующего в конусах роста, путем измерения содержания F-актина в конусах роста, окрашенных антителами к актину, после комбинированной фиксации и экстракции. Важно отметить, что яшма не увеличивает содержание F-актина в конусах роста при концентрации 40 нМ, которая надежно вызывает ретракцию аксонов (10-минутная обработка, P> 0.6 по сравнению с контрольными группами, получавшими носитель [ n > 30]; сравните рис. 2, J с K; также сравните рис. 2, F с H). Таким образом, яшмовая ретракция аксона коррелирует со снижением оборота F-актина без изменения содержания F-актина в конусах роста.

Чтобы определить эффекты ингибирования оборота F-актина на организацию цитоскелета, мы окрашивали культуры антителами к актину и микротрубочкам. Конус роста F-актина подвергся «слипанию» после обработки яшмой (рис.2 К), что коррелирует со сжатием конуса роста. Цитоскелет микротрубочек также претерпел значительную реорганизацию во время яшм-индуцированной ретракции аксона, которая часто включала развитие многих аксональных изгибов (Fig. 1 B). Эти изгибы представляют собой изгибы в массиве аксональных микротрубочек (Fig. 2 L). Обработка Lat-A для деполимеризации F-актина перед добавлением яшмы предотвращала развитие изгибов аксонов (неопубликованные данные).

Миозины участвуют в регуляции как удлинения, так и ретракции аксонов (Введение).Воздействие миозинов на подвижность клеток опосредуется взаимодействием с F-актином, что приводит к развитию сократительных сил. В ответ на ингибирование обмена F-актина яшмой конусы роста сужались, а аксоны подвергались ретракции. Это наблюдение предполагает гипотезу о том, что активность эндогенного миозина может быть ответственна за ретракцию аксонов в ответ на ингибирование обмена F-актина. Таким образом, мы проверили эту гипотезу, (1) определив, требуется ли активность миозина для ретракции аксонов в ответ на яшму, (2) исследуя роль регуляции активности миозина через пути киназы RhoA и легкой цепи миозина (MLCK). в опосредовании эффектов яшмы и (3) определении того, изменяет ли лечение яшмой эндогенные уровни активности миозина.

Для подавления сократимости актомиозина в конусах роста мы ввели нефункциональные молекулы миозина II в скелетные мышцы. Мы использовали форму миозина II скелетных мышц (skMyosin II), который не активен в анализах скольжения актиновых филаментов in vitro (Cytoskeleton, Inc.). Мы предположили, что введение нефункционального skMyosin II в клетки может действовать как доминантно-негативный эффект. Чтобы проверить это, мы загрузили скМиозин II в фибробласты куриных эмбрионов и определили процент клеток, демонстрирующих стрессовые волокна.Хорошо известно, что формирование и поддержание стрессовых волокон строго зависит от активности миозина II (Kreisberg et al., 1985). SkMyosin II снижает процент фибробластов, демонстрирующих стрессовые волокна, в той же степени, что и лечение токсином C3 (рис. 3, A – C), который инактивирует RhoA и вызывает разрушение стрессовых волокон. Таким образом, результаты этого биоанализа с фибробластами согласуются с идеей о том, что нефункциональный скМиозин II действует как доминирующий отрицательный миозин II в немышечных клетках.Нагрузка с растиранием skMyosin II в нейроны DRG ингибировала дистанционные аксоны, оттянутые после обработки яшмой (рис. 3 D), указывая на то, что миозин необходим для ретракции аксонов в ответ на индуцированное яшмой ингибирование обмена F-актина.

Мы дополнительно протестировали роль миозина в опосредовании ретракции аксонов, вызванной яшмой, путем обработки культур DRG и RGC моноксимом 2,3-бутандиона (BDM) перед лечением яшмой.BDM вызывает коллапс конуса роста при концентрациях, которые ингибируют активность миозина (Ruchhoeft and Harris, 1997). Поэтому мы определили дозу BDM, которая разрушает 50% конусов роста, а затем проверили реакцию оставшихся конусов роста на яшму. BDM ингибирует индуцированную яшмой ретракцию аксонов аналогично загрузке нейронов скМиозином II (рис. 3 D). Ингибирование активности миозина с помощью BDM также предотвращает сокращение конуса роста в ответ на яшму (Fig. 3 E), и конусы роста становятся неподвижными, но сохраняют свою первоначальную морфологию.Добавление BDM через 4 мин после лечения яшмой также снизило скорость ретракции аксона, указывая на то, что активность миозина постоянно требуется во время процесса ретракции аксона (неопубликованные данные).

Ретракция аксона в ответ на яшму требует F-actin. Следовательно, любое экспериментальное лечение, которое ингибирует индуцированную яшмой ретракцию аксона, может действовать за счет снижения уровней F-актина в конусах роста. Мы контролировали эту возможность, измеряя содержание F-актина в конусах роста в условиях ингибированной активности миозина.SkMyosin II не влиял на содержание F-актина в конусах роста (Таблица I), что исключает альтернативную интерпретацию, согласно которой вмешательство в активность миозина ингибирует индуцированную яшмой ретракцию аксона за счет снижения уровней F-актина.

Активность миозина II положительно регулируется в клетках путем фосфорилирования регуляторных легких цепей миозина (mRLC) с помощью MLCK. Путь RhoA увеличивает состояние фосфорилирования mRLC через его эффекторную киназу ROCK, которая инактивирует фосфатазу mRLC (Kimura et al., 1996). MLCK, RhoA (рис. 4 A) и ROCK (Wahl et al., 2000) присутствуют в конусах роста. Поэтому мы проверили роль активности RhoA, ROCK и MLCK в опосредовании ретракции аксонов, вызванной яшмой.

RhoA непосредственно ингибировалась путем растирания нагрузки C3 в нейроны DRG перед обработкой яшмой. C3 ингибировал ретракцию аксонов DRG в ответ на яшму (рис. 4B). Точно так же ингибитор ROCK Y-27632 ингибировал вызванное яшмой сокращение конуса роста и ретракцию аксона (рис. 4, Б и В). Ингибирование передачи сигналов RhoA с помощью C3 не изменяет содержание F-актина в конусах роста (Таблица I). В совокупности эти результаты указывают на то, что активность ROCK-киназы, управляемая RhoA, необходима для индуцированной яшмой ретракции аксона.

Чтобы проверить, усиливают ли экспериментально повышенные уровни активности RhoA индуцированную яшмой ретракцию аксонов, нейроны DRG нагружали конститутивно активной формой RhoA (caRhoA; мутация L63).Содержание F-актина в конусах роста нейронов, нагруженных 1,5 мг / мл caRhoA, не отличалось от контроля (таблица I). Нагрузка нейронов DRG CaRhoA вызвала усиление на 167% расстояния, на которое аксон втягивается в ответ на яшму (рис. 4B). Этот результат демонстрирует, что повышенные уровни активности RhoA усиливают ретракцию аксонов, которая индуцируется ингибированием обмена F-актина.

КЛЦМ подавлялась с использованием двух различных ингибирующих пептидов и фармакологического ингибитора ML-7.Нейроны DRG нагружали при растирании пептидами, ингибирующими КЛЦМ. Первый пептид (MLCKp1; Kemp et al., 1987; Kennelly et al., 1987) ингибирует активность MLCK, действуя как псевдосубстрат киназы. Второй пептид (MLCKp2; Kemp et al., 1987; Akasu et al., 1993) блокирует необходимую Ca ²⁺ -кальмодулин-опосредованную активацию MLCK. Оба пептида в одинаковой степени ингибировали индуцированную яшмой ретракцию аксонов (рис. 4 D). ML-7 также ингибировал индуцированную яшмой ретракцию аксонов (рис. 4 D). Однако, когда КЛЦМ подавлялась, ростовые конусы все еще подвергались сжатию различной степени (рис.4 Г, врезка). Ингибирование активности MLCK с помощью MLCKp1 не влияло на содержание F-актина в конусах роста (таблица I).

Отрицательные сигналы наведения вызывают ретракцию аксона. Однако мало что известно о роли динамики F-actin в опосредованном наведением ретракции аксонов. Мы проверили гипотезу о том, что ретракция аксона в ответ на негативные сигналы наведения может использовать аналогичный механизм, основанный на сократимости актомиозина и ингибировании оборота F-актина.Эфрин-A2 — это ориентир для височных аксонов сетчатки, который, как было показано in vivo, опосредует ретракцию аксонов, нацеленных неправильно (O’Leary and Wilkinson, 1999). Таким образом, эфрин-А2 представляет собой действительную модельную систему для изучения клеточной основы ретракции аксона в ответ на биологически значимые управляющие сигналы. Мы определили, изменяется ли оборот F-актина под действием эфрина-A2, и требуется ли активность RhoA для индуцированной эфрин-A2 ретракции аксона.

In vitro обработка височных эксплантатов сетчатки эфрином-A2 вызывала ретракцию аксона в течение 5–6 мин (рис.7 А). Оборот F-актина изучали через 4 и 10 мин лечения эфрином-А2. Эти временные точки отражают периоды непосредственно перед и во время ретракции аксона соответственно. Обработка контрольных культур лат-A приводила к деполимеризации 85% F-актина (рис. 7, C и D). Напротив, lat-A деполимеризовал только 50% F-актина в аксонах, обработанных ephrin-A2 в течение 4 мин (фиг. 7 D). Точно так же после 10-минутной обработки эфрином-A2 лат-A деполимеризовал только 35% F-актина (рис. 7, C и D). Эти наблюдения демонстрируют, что эфрин-А2 снижает оборот F-актина.

В сочетании с ингибированием обмена F-актина эфрин-A2 также вызывает снижение содержания F-актина. По сравнению с контролем, эфрин-А2 снижал уровни F-актина на 36 и 56% через 4 и 10 минут, соответственно (фиг. 7 D). После обработки lat-A аксоны, обработанные ephrin-A2, демонстрировали на 100 и 76% большее содержание F-актина через 4 и 10 мин, соответственно, по сравнению с контрольными аксонами, обработанными только lat-A (P <0,001 для обоих сравнений).Таким образом, по сравнению с F-актином в контрольных аксонах, F-актин, присутствующий в аксонах, обработанных эфрином-A2, значительно менее чувствителен к индуцированной лат-A деполимеризации и не представляет собой в норме нечувствительную к лат-A популяцию F-актина. присутствует в конусах роста контроля. Эти данные демонстрируют, что вызванная ephrin-A2 ретракция аксона коррелирует с деполимеризацией F-актина и ингибированием обмена F-актина.

Затем мы исследовали, вовлекает ли индуцированная ephrin-A2, как и яшма, индуцированная ретракция аксона регуляцию сократимости актомиозина посредством RhoA.Подобно яшме, обработка культур лат-А перед добавлением эфрина-А2 почти полностью блокировала ретракцию аксона в ответ на эфрин-А2 (среднее расстояние ретракции 1,9 мкм / 20 мин; n = 36). Ephrin-A2-индуцированная ретракция аксонов блокируется на 80–90%, когда ингибируются RhoA или ROCK (рис. 7, B и E). В совокупности эти данные демонстрируют, что ретракция аксона в ответ на эфрин-А2 коррелирует со снижением скорости обмена F-актина и требует активности F-актина и RhoA, что указывает на то, что биологически значимые сигнальные молекулы могут вызывать ретракцию аксона посредством механизма, аналогичного действующему в яшм-индуцированная ретракция аксона.

В этой работе мы исследовали комбинированные роли оборота F-актина и сократимости актомиозина в процессе расширения и ретракции аксонов. Мы демонстрируем, что когда оборот актиновых филаментов ингибируется, эндогенные миозиновые силы приводят к ретракции аксонов. Эти наблюдения впервые показывают, что удлинение и ретракция аксонов зависят от взаимодействия между степенью оборота актиновых филаментов и эндогенными уровнями сократимости на основе миозина.Кроме того, мы сообщаем о новом наблюдении, что оборот F-актина ингибируется во время ретракции аксона в ответ на биологически значимый сигнал управления, эфрин-A2.

быстро интернализируется в конусах роста и ингибирует обмен F-актина конуса роста. Крамер (1999) использовал яшму, чтобы продемонстрировать, что полимеризация F-актина на переднем крае требует G-актина, высвобождаемого за счет вращения филаментов. Наши данные согласуются с аналогичным требованием к обороту F-actin в обеспечении мономеров актина, необходимых для активности ростового конуса и протрузии.Во-первых, лечение только яшмой вызывало сокращение конуса роста и прекращение протрузивной активности. Во-вторых, когда активность миозина подавлялась, ростовые конусы не сокращались в ответ на яшму, а оставались плоскими. Однако ламеллиподиальные и филоподиальные протрузии были подавлены. Эти наблюдения показывают, что активность миозина необходима для сокращения конуса роста в ответ на ингибирование обмена F-актина яшмой, и что в отсутствие сократимости на основе миозина конусы роста становятся неподвижными из-за отсутствия доступного G-актина для полимеризация на переднем крае.Эти наблюдения согласуются с моделью, предложенной Lin et al. (1996) для регуляции выпячивания переднего края конуса роста за счет полимеризации актина и ретроградного потока.

Реакция конуса роста на обработку яшмой, которую мы называем сокращением, отличается от коллапса конуса роста в ответ на фармакологическую деполимеризацию F-актина (Letourneau et al., 1989) или управляющих сигналов, вызывающих коллапс (Fan et al. al., 1993; Эрнст и др., 2000; Wahl et al., 2000). В отличие от коллапса конуса роста, в ответ на яшму филоподии часто остаются прикрепленными к субстрату, в то время как ламеллиподиум конуса роста сокращается (Fig. 1 A). Кроме того, конусы роста стали темными по фазе и демонстрировали слипание F-актина без деполимеризации (рис. 2 K). Демонстрация того, что миозин и активность RhoA необходимы для сокращения конуса роста, также отличает сокращение от коллапса, потому что ингибирование активности RhoA только частично блокирует коллапс в ответ на репеллентные управляющие сигналы (например,г., эфрин-А5; Wahl et al., 2000). Таким образом, мы интерпретируем реакцию конусов роста на яшму как вызванное миозином сокращение ламеллиподии.

Действие яшмы на ростовые конусы сходно с реакцией ненейрональных клеток на яшму. Обработка яшмой вызывает накопление F-актина в центральном домене, поскольку конус роста подвергается сокращению. В ненейрональных клетках яшма вызывает образование агрегатов F-актина (Lee et al., 1998; Bubb et al., 2000). Образование агрегатов происходит, когда филаменты F-actin накапливаются в цитоплазме и ослабляются у мутантов Dictyostelium , лишенных миозина II (Lee et al., 1998). Точно так же, когда RhoA или миозины ингибируются, ростовые конусы не подвергаются сокращению. Таким образом, наблюдения за конусами роста предоставляют доказательства сохранения основанного на миозине механизма, участвующего в ответах как ненейрональных, так и нейрональных клеток на ингибирование обмена F-актина с помощью яшмы.

Наблюдение, что ингибирование оборота F-актина приводит к зависимому от миозина сокращению конуса роста и ретракции аксона без изменения активности миозина, демонстрирует новый механизм регуляции удлинения аксона. В присутствии «нормальных» скоростей оборота F-актина активность миозина управляет ретроградным потоком, тогда как полимеризация актиновых филаментов вызывает выпячивание переднего края. Когда оборот филаментов ингибируется, F-актин сжимается центростремительно через механизм, основанный на миозине.Таким образом, в конусах роста быстрый оборот F-актина и сократимость на основе эндогенного миозина объединяются, чтобы позволить продолжаться подвижности конуса роста и удлинению аксонов. Когда оборот F-актина ингибируется, эндогенные миозиновые силы вызывают ретракцию аксона. Bradke и Dotti (1999) предположили, что локальный оборот F-актина в конусах роста определяет аксональное удлинение по сравнению с дендритным удлинением, а Bito et al. (2000) показали, что эндогенная активность RhoA ограничивает образование аксонов. Следовательно, наши наблюдения могут иметь отношение к процессу аксоногенеза, а также к расширению предустановленных аксонов.

В этой статье мы не обращались напрямую к вопросу о том, какой тип миозина управляет ретракцией аксонов, индуцированной яшмой. Однако миозин II является наиболее вероятным кандидатом, учитывая его установленную роль в сократительной способности ненейрональных клеток и его присутствие в конусах роста (Letourneau, 1981; Bridgman and Dailey, 1989; Letourneau and Shattuck, 1989). В конусах роста миозин IIB локализуется в участках ламеллиподии, подвергающихся ретракции (Rochlin et al., 1995), что дает дополнительные доказательства того, что миозин II может быть ответственным за втягивание / сокращение конуса роста. Более того, MLCK и RhoA играют хорошо установленную роль в регуляции активности миозина II (Bresnick, 1999) и необходимы для индуцированной яшмой ретракции аксонов.

Мы обнаружили, что оборот F-актина в дистальных аксонах височных RGCs снижается при лечении эфрином-A2. Эфрин-A2 является хорошей моделью для сигналов управления аксоном, которые вызывают ретракцию аксонов, из-за его роли in vivo в качестве сигнала, который способствует ретракции неадекватно нацеленных аксонов сетчатки (Orioli and Klein, 1997; O’Leary and Wilkinson, 1999).Актуальность ретракции аксонов для развития нервной системы была прямо продемонстрирована in vivo живыми изображениями коррекции ошибок поиска пути аксонов в проекции аксонов сетчатки у рыбок данио (Hutson and Chien, 2002). В настоящее время неясно, все ли аспекты ретракции действия in vitro отражают ретракцию in vivo (например, коробление аксонов). Однако механизм, с помощью которого эфрин-A2 вызывает ретракцию аксона, имеет сходство с механизмом, лежащим в основе ретракции аксона, вызванной яшмой. В частности, индуцированная эфрин-A2 ретракция аксона требует активности RhoA.Родственный лиганд ephrin-A5 увеличивает активность RhoA в нейронах сетчатки (Wahl et al., 2000). Хотя в нашем исследовании мы не измеряли активность RhoA, вполне вероятно, что эфрин-A2 также вызывает повышенную активность RhoA. Было бы интересно исследовать роль GTPases в регуляции обмена F-actin во время ephrin-A2-опосредованной ретракции аксона.

Эксперименты с ephrin-A2 показывают, что ретракция аксона в ответ на сигналы наведения использует аналогичный механизм, как индуцированная яшмой ретракция аксона.F-актин необходим для ретракции аксона, индуцированной эфрин-A2. Вопреки этому требованию, эфрин-А2 вызывал деполимеризацию ~ 50% F-актина конуса роста. Однако деполимеризация F-актина совпадала со снижением оборота F-актина. Таким образом, управляющие сигналы могут вызывать ретракцию аксонов, активируя активность миозина посредством RhoA-ROCK, в то же время создавая благоприятный субстрат для сократимости актомиозина, ингибируя оборот F-актина. Молекулярные основы скоординированной деполимеризации и стабилизации F-актина в ответ на негативные управляющие сигналы должны быть исследованы дополнительно.Однако инактивация кофилина с помощью управляющих сигналов может привести к стабилизации F-актина (Aizawa et al., 2001), в то время как дополнительные пути могут вызвать деполимеризацию F-актина за счет разделения филаментов или, возможно, быстрого связывания мономеров актина, что делает их недоступными для рециклинга. , или оба.

В совокупности результаты настоящего исследования предлагают модель регуляции удлинения аксонов посредством взаимодействия между сократимостью миозина и оборотом F-актина (рис.8 А). Генерация силы на основе эндогенного актомиозина в аксонах может быть негативным регулятором расширения аксонов. RhoA и MLCK вносят вклад в негативную регуляцию удлинения аксонов миозином. Обработка нейронов ферментом C3, инактивирующим RhoA, усиливает удлинение аксонов (Bito et al., 2000). Точно так же блокирование активности КЛЦМ псевдосубстратным пептидом увеличивает длину аксона на 27% (неопубликованные данные). Пока аксоны расширяются, активность КЛЦМ стимулирует фосфорилирование мРЛК и активирует миозин.Эндогенные уровни активности RhoA также вносят вклад в регуляцию фосфорилирования mRLC, действуя через эффекторную киназу RhoA ROCK, которая также способна непосредственно фосфорилировать mRLC в дополнение к ингибированию миозинфосфатазы (Bresnick, 1999). Обнаружение того, что ослабление оборота F-актина ингибирует расширение аксона и приводит к ретракции аксона способом, зависящим от активности RhoA и MLCK, демонстрирует, что отрицательной регуляции удлинения аксона с помощью RhoA и MLCK противодействует быстрый оборот F-актина.В отсутствие оборота F-актина активность эндогенного миозина генерирует достаточную сократительную силу, чтобы вызвать ретракцию аксона. Механизм, с помощью которого активность миозина является либо разрешающей, либо ингибирующей для удлинения аксонов в зависимости от оборота F-актина, неясен. Однако в нормальных условиях миозин II обогащен в центральном домене конусов роста (Bridgman and Dailey, 1989), тогда как F-actin локализован в основном в периферическом домене (Fig. 8 B). В отсутствие деполимеризации F-актина ожидается, что F-актин будет подвергаться ретроградному току и накапливаться в центральном домене.В соответствии с этим ожиданием, мы наблюдали скопление F-actin к центральному домену в ответ на jasp. Т.о., накопление F-actin в центральном домене, богатом myosin II, может увеличивать способность миозина II взаимодействовать с F-actin и генерировать сократительные силы.

была приобретена у Molecular Probes, Inc. и растворена в ДМСО. Экзозим C3, конститутивно активный (L63) RhoA и skMyosin II были приобретены у Cytoskeleton, Inc.и растворяли в буфере для загрузки клеток. ML-7 был приобретен в BIOMOL Research Laboratories, Inc. и растворен в ДМСО. Y-27632 и HA-1077 были получены от BIOMOL Research Laboratories, Inc. и приготовлены в воде. MLCKp1 и MLCKp2 были получены от BIOMOL Research Laboratories, Inc. и Calbiochem, соответственно; оба были ресуспендированы в буфере для загрузки клеток. Нейротрофический фактор головного мозга и нейротрофин-3 были подарками доктора Дж. Кантелло (Regeneron Pharmaceuticals, Inc., Тарритаун, штат Нью-Йорк). NGF был приобретен у R&D Systems.Все остальные реагенты были приобретены у Sigma-Aldrich.

Axson UK Ltd — Ньюмаркет — Клеи-герметики

Время и дата

СТРОИТЕЛЬНЫЙ КАТАЛОГ

Axson UK Ltd Контактная информация

Адрес

Блок 15
Studlands Pk Industrial Estate

Newmarket

CB8 7AU

Axson UK Ltd обслуживает следующие регионы

Компании, спонсируемые клеями-герметиками

• Склеивание
• Герметизация
• Гашение вибрации
• Прокладки
• Герметики для воды, воздуха и пыли

• Aerotak
• Axil
• CovRez
• Polyped
• ProAqua
• Protak
• Solfre
• Производство пошлин
• SABA

Последние связанные компании

Нажмите, чтобы посмотреть номер телефона

Нажмите, чтобы посмотреть номер телефона

Нажмите, чтобы посмотреть номер телефона

Нажмите, чтобы посмотреть номер телефона

Нажмите, чтобы посмотреть номер телефона

Нажмите, чтобы посмотреть номер телефона

Нажмите, чтобы посмотреть номер телефона

Нажмите, чтобы посмотреть номер телефона

Нажмите, чтобы посмотреть номер телефона

Нажмите, чтобы посмотреть номер телефона

Нажмите, чтобы посмотреть номер телефона

Нажмите, чтобы посмотреть номер телефона

Нажмите, чтобы посмотреть номер телефона

Нажмите, чтобы посмотреть номер телефона

Нажмите, чтобы посмотреть номер телефона

Нажмите, чтобы посмотреть номер телефона

Нажмите, чтобы посмотреть номер телефона

Умные материалы для восстановления поврежденных нервов

Описание:

Повреждения периферических нервов могут повлиять на чувствительность, движения и двигательные функции, что значительно повлияет на качество жизни пациента.Для лечения таких травм часто требуются хирургические вмешательства, такие как сближение или прикрепление. Однако тканевые адгезивы и герметики не обеспечивают адекватной механической поддержки и страдают от низкой адгезии и эластичности, а наложение швов может оказывать чрезмерное давление на нерв и препятствовать прорастанию и регенерации аксонов. Несмотря на долгую историю, восстановление периферических нервов по-прежнему остается сложной задачей, и инновации для смягчения осложнений, связанных с прикреплением, могут иметь большое значение для улучшения хирургического успеха.

Исследователи из Университета штата Аризона разработали интеллектуальные герметизирующие материалы и методы для анастомоза и восстановления периферических нервов. Эти материалы обеспечивают сквозное прикрепление поврежденных периферических нервов и ускоряют восстановление. Материалы активируются для слияния с нервной тканью, что приводит к быстрой герметизации и прочной адгезии. Факторы роста и другие биоактивирующие молекулы могут быть включены в материалы для облегчения и улучшения роста и заживления.